O básico dos cromossomas humanos
Em 1956, Tjio e Levan determinaram correctamente o número de cromossomas em células humanas a 46, e só então começou o estudo científico e sistemático dos cromossomas humanos, levando à formação de citogenética humana. Em 1959, Lejune descobriu que a disgenesia congénita era causada pela trissomia do cromossoma 21, seguida pela síndrome de Turner e Klinefelter, e uma nova sub-disciplina, a citogenética clínica, foi formada. -Desde a década de 1970, o desenvolvimento de técnicas de múltiplas bandas cromossómicas melhorou a precisão da análise cromossómica. Em meados da década de 1980, novas técnicas como a hibridação in situ por fluorescência, microdissecção e coloração cromossómica permitiram a detecção directa de alterações nos cromossomas e fragmentos de ADN no núcleo na fase de interrogação, ligando a investigação a nível celular à exploração a nível molecular, e combinando para formar um novo campo –Molecular citogenética.
Secção I. Cromossomas humanos
I. Características e tipos de cromossomas humanos
As características morfológicas e estruturais dos cromossomas são mais típicas da divisão das células médias durante o ciclo celular e são conhecidas como cromossomas intermédios. Cada cromossoma intermédio consiste em dois cromossomas, cada um deles helixadeado por uma molécula de ADN, e os dois cromossomas são chamados cromossomas-irmãos um ao outro. Os dois cromossomas estão ligados um ao outro por um cromossoma, que é desconvoluído, ligeiramente manchado e apertado internamente, chamado de constrição primária. Uma estrutura especial na região mitótica é o local de fixação do fuso, que está associado ao movimento cromossómico durante a divisão celular. O mitófago divide o cromossoma horizontalmente em dois braços, o mais longo denominado braço longo (q) e o mais curto denominado braço curto (p). Cada braço termina com uma parte especializada chamada telómero, uma sequência de DNA altamente repetitiva, que é necessária para a estabilidade cromossómica. Cada cromossoma precisa de um mitriole e dois telómeros para ser estável. Se faltar um telómero, as extremidades dos cromossomas perderão a sua estabilidade e os cromossomas serão ligados anormalmente, resultando em cromossomas aberrantes; se faltar um mitriole, o cromossoma não pode ser ligado ao filamento do fuso durante a divisão celular, resultando na perda dos cromossomas. Em alguns braços cromossómicos, também se podem ver segmentos internos ligeiramente manchados, chamados paraconstrições. Nos humanos, o braço curto do cromossoma proximal tem uma estrutura semelhante a um filamento no lado distal do cromossoma chamado seguidor, e uma estrutura semelhante a um filamento entre o seguidor e o braço curto chamado talo do seguidor, que na realidade é também uma região paracontractil, onde o gene do RNA ribossómico (rRNA) está presente. O seu produto de expressão está associado à formação do nucléolo e à manutenção da sua estrutura e morfologia, e é também conhecido como o organizador do nucléolo (NOR). Existem geralmente dois tipos de seguidores, em que o diâmetro do seguidor é inferior a 1/2 do diâmetro do braço cromossómico é chamado seguidor pequeno, enquanto os maiores do que 1/2 do diâmetro são chamados seguidores grandes. Em populações, o polimorfismo existe no comprimento dos paracontratos, tamanho e número de seguidores, e é herdado de uma forma mendeliana.
A posição dos mitoses sobre os cromossomas é constante. O cromossoma humano é dividido em oito partes iguais ao longo do eixo longitudinal, e de acordo com a posição do trofoblasto, o cromossoma humano pode ser dividido em três categorias: (i) cromossomas trofoblasto submedial, onde o trofoblasto está localizado no centro do cromossoma ou perto dele (1/2 a 5/8) e os braços longos e curtos do cromossoma são semelhantes; (ii) cromossomas trofoblasto submedial, onde o trofoblasto está ligeiramente numa extremidade (5/8 a 7/8) e divide o cromossoma em dois braços distintos; (iii) cromossomas trofoblasto proximal (iii) cromossomas mitóticos proximais, com os grânulos mitóticos perto de uma extremidade (7/8 até ao fim) (Figuras 6-1 e 6-2).
II. o cariótipo normal dos humanos
(i) O sistema de Denver Desde 1956, quando Tjio e Leven confirmaram que o número normal de cromossomas em células somáticas humanas é 46, e desde 1959, quando foi descoberto pela primeira vez que a estupidez congénita (síndrome de Down) se deve a um cromossoma 21 a mais do que o normal, a investigação sobre cromossomas humanos tem sido gradualmente aplicada à prática clínica em todo o mundo, e o número de doenças cromossómicas descobertas e relatadas continua a aumentar. A fim de facilitar a descrição de cromossomas aberrantes em casos e facilitar a comunicação internacional, realizou-se a Primeira Conferência Internacional de Citogenética em Denver, EUA, em 1960, para discutir e definir o sistema de Denver para a descrição da composição dos cromossomas intracelulares como base para a identificação e análise dos cromossomas humanos. O sistema de Denver é a base para a identificação e análise dos cromossomas humanos. De acordo com o sistema de Denver, os 46 cromossomas da célula do corpo humano estão divididos em 23 pares, dos quais os pares 1 a 22 são comuns a ambos os sexos, chamados autossomas, e são numerados de 1 a 22 em sequência; o outro par está relacionado com o sexo, chamado cromossomas sexuais. Os dois cromossomas sexuais são XX cromossomas em mulheres e X cromossomas e Y cromossomas em homens.
A imagem de todos os cromossomas de uma célula do corpo é chamada cariótipo. O processo de identificação e determinação do cariótipo através do emparelhamento e organização de todos os cromossomas da célula a ser testada de acordo com o sistema de Denver chama-se análise do cariótipo.
(ii) Identificação de cariótipos cromossómicos não dominantes De acordo com o sistema de Denver, os 23 pares de cromossomas de uma célula somática são divididos em sete grupos (A a G) de acordo com o seu tamanho e características morfológicas. Os agrupamentos cromossómicos e as características morfológicas de cada grupo são mostrados na Tabela (6-1).
A análise do cariótipo é geralmente um processo em que as fotografias de cromossomas obtidas a partir de microfotografia são identificadas, analisadas e cortadas e coladas de acordo com os requisitos de agrupamento. De acordo com o sistema internacional, a descrição do cariótipo normal inclui o número total de cromossomas e a composição dos cromossomas sexuais e é escrita da seguinte forma
Cariótipo masculino normal 46, XY
Cariótipo feminino normal 46, XX
(iii) Visualização dos cromossomas e nomeação dos cromossomas
Em 1968, o citoquímico sueco Caspersson tratou espécimes de cromossomas filmados convencionais com o corante fluorescente quinacrina (QM). Depois de tratar as amostras com o corante fluorescente quinacrina (QM), foi encontrado sob um microscópio fluorescente que cada cromossoma apresentava uma banda de diferentes larguras e tonalidades ao longo do seu longo eixo, e que cada um dos 24 cromossomas humanos apresentava um padrão de banda distinto, de modo a que cada cromossoma pudesse ser identificado e caracterizado com precisão, e mesmo pequenas anomalias estruturais cromossómicas pudessem ser detectadas. Isto levou à criação da técnica de banda Q do cromossoma, na qual o padrão de banda exibido é conhecido como banda Q. Pensa-se que a razão pela qual os cromossomas apresentam bandas se deve à diferente composição de base e grau de enredamento da hélice das moléculas de ADN que compõem os cromossomas em diferentes locais. Desde o estabelecimento da técnica da banda Q, tem havido uma série de outras bandas como a banda G, a banda R, a banda C e a banda T.
Banda C e Banda T.
Técnicas de banda comummente utilizadas.
As amostras de cromossomas da banda Q são tratadas com corantes fluorescentes como a quinacrina (QM) para revelar as bandas. As bandas Q são distintas e estáveis, mas a duração da fluorescência é curta e as amostras não podem ser armazenadas por longos períodos de tempo e devem ser observadas imediatamente.
A banda G é o tipo de banda mais utilizado actualmente. É simples de operar, o padrão da banda é claro, o espécime pode ser preservado por um longo período de tempo e a reprodutibilidade é boa. O método é: o cromossoma é tratado com reagentes como a tripsina, NaOH, citrato ou ureia e depois manchado com corante Gimsa, mostrando alternadamente bandas escuras e claras, chamadas de banda G. O mais comummente utilizado é o método de tratamento com tripsina. O padrão de banda mostrado por cada número de cromossomas é essencialmente semelhante ao padrão da banda de Q. O mais escuro das bandas G corresponde ao mais claro das bandas Q, enquanto que as bandas mais claras correspondem às bandas mais escuras.
As amostras dos cromossomas da banda R são tratadas com tampão de fosfato quente e depois coradas com Gimsa para revelar bandas escuras e claras alternadas. Também é chamada uma anti-banda porque é exactamente a tonalidade oposta à da banda G. As extremidades de ambos os braços dos cromossomas da banda G e da banda Q são levemente unidas, pelo que é difícil detectar anomalias estruturais tais como eliminações terminais ou rearranjos, enquanto que as extremidades dos cromossomas da banda R são escuras, pelo que é fácil identificar anomalias nesta área, pelo que a banda R é utilizada principalmente para estudar eliminações terminais dos cromossomas e rearranjos estruturais.
As amostras dos cromossomas com banda C são tratadas com soluções alcalinas como NaOH ou Ba(OH)2, depois colocadas em soluções de citrato de sódio e cloreto de sódio, e depois coradas com corante Gimsa, que mostra a coloração específica da região mitótica de cada cromossoma, daí o nome banda mitótica, também conhecida como banda C.
Estritamente falando, a banda C mostra a região de heterocromatina estrutural imediatamente adjacente ao cromossoma, ou seja, a paraconstrição dos cromossomas humanos 1, 9 e 16 perto do cromossoma. O braço longo do cromossoma Y, por outro lado, termina numa região heterocromatina e mostra também uma coloração profunda significativa. A técnica da banda C foi portanto utilizada para estudar as alterações estruturais da região mitótica, do cromossoma Y e da região paracontractil.
O tratamento com banda N de amostras de cromossomas com AgNO3 resulta numa coloração profunda da paraconstrição, ou região organizadora nucleolar (NOR), dos cinco pares proximais de cromossomas mitóticos (cromossomas 13, 14, 15, 2l e 22) em células humanas, denominada banda N. A rigor, AgNO3 só pode manchar NORs transcritivamente activos negros, e tais NORs positivos coloridos com prata são chamados de Ag-NOR. NORs inactivos não são manchados. A técnica de N-banding pode portanto ser utilizada para estudar a actividade do rRNA e a sua dinâmica, e também para observar se ocorre a associação dos cromossomas mitóticos proximais, uma vez que esta é uma das causas da não separação dos cromossomas.
A banda em T é o processo de aquecimento de espécimes cromossómicos e depois a sua coloração com corante Gimsa, que pode causar uma coloração profunda específica de alguns segmentos finais dos cromossomas, chamada banda em T ou telobandagem, que pode mostrar especificamente os telómeros cromossómicos, e esta técnica pode ser utilizada para identificar aberrações finais menores dos cromossomas.
Os métodos de banda Q, G e R descritos acima fornecem uma exibição constante do padrão específico de banda dos 24 cromossomas humanos, indicando a existência objectiva e autenticidade do padrão de banda e fornecendo uma base analítica para a identificação de alterações cromossómicas.
A aplicação da tecnologia de bandagem requer ainda um padrão unificado para identificar e descrever os cromossomas, a fim de facilitar a comunicação mútua. Com base nas recomendações da Quarta Conferência Internacional sobre Citogenética Humana realizada em Paris em 1971 e nas decisões tomadas na reunião de Edimburgo em 1972, foi proposto um sistema padrão para distinguir cada região e banda cromossómica, denominado Sistema Internacional de Nomenclatura de Citogenética Humana (ISCN, 1971).
1e marca: uma região estrutural morfologicamente distinta e estável sobre um cromossoma, que é um indicador importante para a identificação dos cromossomas na banda dominante. Inclui as extremidades dos dois braços do cromossoma, a mitene e certas bandas que são constantes sob diferentes condições de bandagem.
Região: A área entre dois marcadores de limite.
Banda: Cada cromossoma deve ser pensado como sendo constituído por uma série de bandas, ou seja, não existem regiões não-bandadas. Cada banda pode ser distinguida das bandas vizinhas por diferenças na intensidade da sua coloração mais brilhante (mais escura) ou mais escura (mais clara).
Cada cromossoma é dividido em braço curto e braço longo, usando o cromossoma como marcador de limite. As bandas nos braços curto e longo são numeradas a partir do mitógeno e são numeradas na direcção do mitógeno de perto a longe. As duas zonas mais próximas da filopodia são numeradas “l” para o braço longo ou “l” para o braço curto, e “2” e “3” para o lado próximo a distal. A numeração das bandas em cada zona segue o mesmo princípio, ou seja, a banda mais próxima do filamento nessa zona é numerada como banda 1 da zona, seguida das bandas 2 e 3. Em dois casos, deve notar-se que a banda que é o marcador de limite é contada como banda 1 da zona longe deste marcador; a banda que é dividida em duas pela filopodia é contada como banda 1 da zona.
A banda que é dividida em duas pelo grânulo de fixação são as duas bandas pertencentes aos braços longo e curto, e é registada como banda 1 da zona 1 do braço longo e banda 1 da zona 1 do braço curto, respectivamente.
Para descrever uma determinada banda, escreva quatro elementos: (i) o número do cromossoma; (ii) o símbolo do braço; (iii) o número da zona; e (iv) o número da banda. Estes são escritos por ordem, sem espaçamento ou qualquer pontuação. Por exemplo, a seta na Figura 6-4 mostra o cromossoma 1, braço curto, zona 3, banda 1, escrito como lp31.
A aplicação de técnicas de banda cromossómica permite a identificação de uma vasta gama de anomalias microestruturais cromossómicas, tais como quebras, translocações e inversões de cromossomas, e a fim de ter um formato uniforme para descrever estas alterações, o Sistema Internacional de Nomenclatura Citogenética Humana (1978, 1981, 1985), acordado numa reunião internacional em Estocolmo em 1997, propôs uma nomenclatura e abreviaturas para cromossomas em bandas (Quadro 6-2) para uma aplicação uniforme.
3. a colocação de bandas cromossómicas de alta resolução e aplicações de nomenclatura A banda G comum é utilizada para analisar cromossomas na divisão de células médias, quando a helicicidade cromossómica está no seu ponto mais alto e, portanto, os cromossomas são contraídos ao seu ponto mais baixo, a banda tende a fundir-se, e o número de bandas apresentadas é baixo. Tipicamente os haplocromossomas de fase média mostram apenas 320 bandas. Desde 1975, Yunis et al. desenvolveram a técnica de banda de alta resolução, na qual as células são sincronizadas com o metotrexato e depois tratadas com colchicina durante um curto período de tempo para obter muitos cromossomas nas fases de prófase e de prófase tardia. Segue-se um tratamento curto com colchicina para obter um número de cromossomas nos estádios pro- e tardio-médio, e depois por bandagem para revelar 550-850 bandas para os haplocromossomas em fase inicial e média e 850-1.250 bandas para os estádios tardios. Estas bandas são todas devidas à helicicidade relativamente baixa dos cromossomas alongados e a fusão das bandas nas 320 bandas é revelada, melhorando assim grandemente o nível de estudo dos cromossomas. O que anteriormente se pensava serem “doenças monogénicas” e as síndromes que elas manifestam porque não foram observadas anomalias nos cromossomas são de facto devidas a pequenas alterações nos cromossomas. Por exemplo, a síndrome WAGR, que se pensava ser uma doença genética AD, deve-se a uma eliminação do fragmento llpl4.1-p13; a síndrome de Prader-Willi, que também se pensava ser uma doença genética AD, deve-se na realidade a uma eliminação e rearranjo de 15q11.2. Por exemplo, a causa da disgénese congénita foi identificada pela primeira vez por Weune (1959) como resultado de um cromossoma extra 2l. Utilizando técnicas de banda de alta resolução, foi ainda determinado que o principal sintoma da disgénese congénita estava apenas associado à duplicação de um pequeno fragmento de 21q22.3. Esta aplicação de técnicas de bandagem de alta resolução para estudar a microestrutura dos cromossomas e os efeitos genéticos das alterações estruturais é também conhecida como microcitogenética. É agora possível mostrar entre 3 000 e 10 000 bandas em cromossomas na Gz ou na fase inicial da prófase, o que está próximo do número de genes estruturais presentes numa célula (cerca de 30 000), reduzindo assim a distância entre a citogenética e a genética molecular.
A nomenclatura dos cromossomas de alta resolução indica que uma única banda ao nível de 320 bandas pode normalmente ser dividida em várias bandas – subfaixas – em cromossomas de alta resolução. No que respeita à nomenclatura e representação das subfaixas, ISCN (1981) declara que as subfaixas de qualquer uma das bandas nomeadas no ISCN (1978) mantêm os seus números originais de zona e de banda marcadora, e que cada banda é subdividida pela adição de um ponto após o número original da banda e a escrita do número de cada sub-banda, sendo o princípio de numeração ainda sequencial desde a mitótica até à extremidade do braço. Por exemplo, a banda lp3l original é dividida em três subfaixas, que devem ser escritas como lp31.1, 1p31.2 e 1p31.3.
Destes, lp31.1 está próximo do mitófago e 1p31.3 está longe do mitófago. Se a sub-banda for subdividida em sub-bandas, o número original da sub-band pode ser seguido por um número, mas não é necessária mais pontuação. Por exemplo, quando a sub-banda 1p31.3 é subdividida, é escrita como 1p31.3l, lp31.32 e lp31.33.
III. progresso na investigação da citogenética humana
Em resumo, a tecnologia de visualização cromossómica entrou no nível de visualização cromossómica de alta resolução, o que melhorou consideravelmente a capacidade de analisar cromossomas, mas sob o microscópio de luz, só consegue identificar fragmentos de ADN acima dos 4.500 kb, enquanto as anomalias cromossómicas abaixo dos 4.500 kb não podem ser reconhecidas. Actualmente, o uso de técnicas de biologia molecular permitiu detectar e analisar eficazmente moléculas de ADN de algumas dezenas a 2.000 kb. Portanto, a combinação de técnicas de biologia molecular com microcitogenética é de grande valor na análise das causas das doenças genéticas e na identificação de genes causadores de doenças, e a citogenética molecular é o estudo da estrutura dos cromossomas e dos efeitos genéticos das aberrações a nível molecular utilizando métodos de biologia molecular, baseados na microcitologia, e
A citogenética molecular é o estudo da estrutura cromossómica e dos efeitos genéticos das aberrações e do desenvolvimento de doenças a nível molecular, com base na microcitologia. Esta técnica é a direcção em que a citogenética humana se está a desenvolver.
As principais técnicas de investigação em citogenética molecular são as seguintes.
1, hibridação in situ da fluorescência (hibridação in situ da fluorescência: FISH) Esta técnica foi desenvolvida com base na tecnologia de hibridação in situ estabelecida nos anos 60. FISH tem as vantagens de ser rápida, segura, económica, sensível e específica em comparação com as técnicas gerais de hibridação in situ (ISH). FISH tem as vantagens de ser rápido, seguro, económico, sensível e específico. As sondas são detectadas por coloração fluorescente não radioactiva em combinação com anticorpos ou proteínas, não são necessárias precauções especiais de segurança, as amostras podem ser armazenadas durante muito tempo sem inactivação e a resolução pode ser de 100-200 kb, a mesma ou superior à das sondas radioactivas. Portanto, as técnicas FISH têm sido amplamente utilizadas para a detecção de genes exógenos tais como a localização de genes, aberrações cromossómicas, amplificação de genes e vírus integrados em células humanas. Por exemplo, as técnicas de bandagem de alta resolução mostraram que a causa da disgénese congénita é uma duplicação de um pequeno fragmento de 2lq22,3, que pode ser cortado utilizando técnicas de microdissecção para clonar o fragmento de ADN nele contido e utilizar ADN rotulado fluorescentemente como sonda para realizar hibridação fluorescente in situ em células interfásicas nas vilosidades coriónicas ou líquido amniótico de mulheres grávidas com elevado risco de disgénese congénita, para um rápido diagnóstico pré-natal de disgénese congénita. O ADN é utilizado como sonda para hibridação in situ fluorescente em células intersticiais nas vilosidades coriónicas ou líquido amniótico de mulheres grávidas em risco de disgénese congénita. Esta técnica multicolor FISH desenvolveu-se rapidamente nos últimos anos e tornou-se uma ferramenta importante para a localização de genes e diagnóstico de doenças genéticas.
2, hibridação in situ da fibra de ADN fluorescente (fibra de ADN-FISH) Esta técnica é uma tecnologia de mapeamento genómico visual de alta resolução recentemente estabelecida, o ponto principal desta tecnologia é tratar primeiro as células a serem testadas com solução alcalina ou solução de formaldeído, para que a organização da cromatina nuclear interfásica solte cromatina (filamentos) do esqueleto nuclear, a fim de preparar a fibra de ADN na lâmina, e depois as diferentes cores A fibra de ADN-FISH é o mesmo procedimento que a análise FISH para a detecção de anomalias cromossómicas, mas a primeira tem a vantagem de maior resolução (1 a 500 kb) e comprimentos de sonda na gama de 1 a 300 kb. Alcance de 300 kb. Por conseguinte, a tecnologia da fibra de ADN-FISH é amplamente utilizada no mapeamento do genoma humano, análise da estrutura cromossómica e análise de doenças cromossómicas, tumores e certas doenças monogénicas.
Revestimento cromossómico O revestimento cromossómico é uma combinação de FISH e técnicas de hibridação de supressão de cromossomas In Situ (CISS), onde o ADN de cadeia única e o Cot-1 são utilizados para fechar sequências repetitivas do genoma a fim de reduzir sinais de hibridação não específicos e assim melhorar a hibridação específica, e as bibliotecas de ADN cromossómicas específicas são utilizadas como conjuntos de sondas para revestir cromossomas inteiros ou regiões cromossómicas específicas com diferentes fluorescências.
A etapa básica na técnica de revestimento cromossómico é a rotulagem do ADN cromossómico específico (cromossomas inteiros ou uma região cromossómica específica) com uma substância não isotópica, por exemplo biotina, que é preparada como uma sonda de ADN e depois hibridizada in situ com o cromossoma da célula alvo, que é depois detectada e amplificada por uma reacção antigénio-anticorpo com uma proteína antibiotina estreptavidina com uma substância fluorescente. Todo o cromossoma ou segmento cromossómico a ser testado pode então exibir um sinal de hibridação fluorescente, a partir do qual se pode fazer um diagnóstico. Por exemplo, para analisar translocações microscópicas envolvendo dois cromossomas, a digoxigenina-1l-duTp e a biotina comum pode ser utilizada para rotular os dois cromossomas separadamente, fazendo duas sondas de ADN diferentes, que podem ser hibridizadas e depois detectadas e amplificadas por uma reacção antigénio-anticorpo, de modo a que os dois cromossomas no mesmo cariótipo possam ser coloridos de forma diferente (por exemplo, um vermelho e o outro verde), enquanto que as translocações mútuas Os dois cromossomas derivados, cada um com as cores vermelha e verde, podem ser claramente identificados. Isto sugere que esta nova técnica terá uma vasta gama de aplicações e um valor importante para a análise de translocações complexas de cromossomas humanos, citogenética de tumores e localização de genes.
4) A hibridização genómica comparativa (CGH) Kallioniemi (1992) e Manoir (1993) estabeleceram a técnica CGH baseada na técnica FISH, que se baseia na rotulagem do ADN genómico do tumor (ADN a ser testado) e ADN de controlo normal com diferentes marcadores não isotópicos, e depois misturando os dois numa proporção de 1:1 para fazer uma sonda. As sondas são então misturadas numa proporção 1:1 e hibridizadas in situ com cromossomas de sangue periférico normal para inibição, e as sondas são testadas com diferentes corantes fluorescentes. O ADN tumoral é normalmente rotulado em verde e o ADN genómico normal em vermelho. A quantidade relativa de ADN tumoral hibridizado para uma região cromossómica e o ADN de controlo normal depende do conteúdo desta sequência nas duas amostras, que pode ser determinada pela observação visual da diferença entre as duas cores nas diferentes regiões cromossómicas para determinar o número relativo de cópias das duas fontes diferentes de ADN, ou pela quantificação da razão de fluorescência vermelha para verde utilizando um microscópio fluorescente ligado a um sistema computadorizado de análise de imagens a cores. Isto também pode ser utilizado para quantificar a razão de fluorescência vermelha a verde utilizando um microscópio fluorescente ligado a um sistema computorizado de análise de imagens a cores. Esta nova técnica permite a detecção e localização de cópias de sequência de ADN entre diferentes genomas ao nível de todos os cromossomas ou subfaixas cromossómicas, bem como a identificação da origem de certos componentes de cromossomas tumorais (por exemplo, microsomas duplos, cromossomas marcadores) que são difíceis de determinar utilizando técnicas citogenéticas, e também fornece uma rápida detecção de informação sobre trissomias cromossómicas, monossomias ou alterações no número de cópias de segmentos maiores de cromossomas, facilitando assim o diagnóstico de Também fornece informação sobre variações do número de cópias trisómicas, haplotípicas ou de grandes fragmentos, facilitando assim o diagnóstico rápido de condições como a estupidez congénita e o aborto espontâneo.